Везде

ОБНБиология внутренних вод Inland Water Biology

  • ISSN (Print) 0320-9652
  • ISSN (Online) 3034-5227

НЕКОТОРЫЕ ХАРАКТЕРИСТИКИ ТРЕХ ШТАММОВ ЧЕРНОМОРСКИХ АЛЬГОВИРУСОВ И ИХ ВОЗДЕЙСТВИЕ НА ПЛАНКТОННЫЕ МИКРОВОДОРОСЛИ

Вы можете
Код статьи
S30345227S0320965225050096-1
DOI
10.7868/S3034522725050096
Тип публикации
Статья
Статус публикации
Опубликовано
Авторы
Сагадатова Р.Р.
  • Аффилиация: Институт биологии южных морей им. А.О. Ковалевского Российской академии наук
Том/ Выпуск
Том 18 / Номер выпуска 5
Страницы
869-882
Аннотация
Из прибрежных вод Черного моря в 2022–2023 гг. были выделены три штамма альговирусов (TvV-SM2, IgV-SS1, EhV-SS2). Первый штамм вызывал лизис клеток зеленых водорослей и , второй – применяемой водоросли , третий – кокколитофориды . В процессе исследования возможного контакта выделенных вирусов с индикаторными культурами 32 видов морских микроводорослей иные хозяева патогенов не обнаружены. Вирусные частицы всех трех штаммов имели форму правильного выпуклого икосаэдра, а их диаметр был 48–174 нм. У них обнаружена вторая оболочка – суперкапсид. Титр TvV-SM2 был равен 1.3 × 10 вирионов/мл, IgV-SS1 и EhV-SS2 – 3.1 × 10 и 2.5 × 10 вирионов/мл соответственно. Впервые исследовано влияние разных концентраций ионов меди на активность альговирусов на примере TvV-SM2. Под действием токсиканта в концентрации 100 мкг/л выявлено полное подавление патогена. При воздействии альговируса TvV-SM2 на латентный период инфекции был 24 ч, скорость лизиса клеток водорослей – в среднем 2.59 сут. При контакте альговируса EhV-SS2 с культурой латентный период увеличился в 4.2 раза, а скорость лизиса снизилась почти на порядок. В течение латентного периода инфекции отмечено снижение эффективности работы фотосистемы II в 1.7–2 раза у обеих инфицированных культур. К концу экспериментов в среднем 10% клеток водорослей не были лизированы.
Ключевые слова
Черное море альговирусы микроводоросли Array Array лизис культуры
Дата публикации
07.12.2025
Год выхода
2025
Всего подписок
0
Всего просмотров
32

Библиография

  1. 1. Кораблина И.В., Барабашин Т.О., Геворкян Ж.В., Евсеева А.И. 2021. Динамика распределения тяжелых металлов в водной толще северо-восточной части Черного моря после 2000 г // Тр. ВНИРО. Т. 183. С. 96.
  2. 2. Стельмах Л.В., Степанова О.А. 2020. Влияние вирусной инфекции на функционирование и лизис черноморских микроводорослей Tetraselmis viridis (Chlorophyta) и Phaeodactylum tricornutum (Bacillariophyta) // Биология внутр. вод. № 4. С. 373. https://doi.org/10.31857/S0320965220030171
  3. 3. Arsenieff L., Simon N., Rigaut-Jalabert F. et al. 2019. First viruses infecting the marine diatom Guinardia delicatula // Front. Microbiol. V. 9. P. 3235. https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.03235
  4. 4. Baudoux A.C., Noordeloos A.A.M., Veldhuis M.J.W. et al. 2006. Virally induced mortality of Phaeocystis globosa during two spring blooms in temperate coastal waters // Aquat. Microb. Ecol. Т. 44. № 3. P. 207. https://doi.org/10.3354/ame044207
  5. 5. Beckett S.J., Weitz J.S. 2018. The effect of strain level diversity on robust inference of virus-induced mortality of phytoplankton // Frontiers in Microbiology. Т. 9. P. 371936. https://doi.org/10.3389/fmicb.2018.01850
  6. 6. Bettarel Y., Kan J., Wang K. et al. 2005. Isolation and preliminary characterisation of a small nuclear inclusion virus infecting the diatom Chaetoceros cf. gracilis // Aquat. Microb. Ecol. Т. 40. № 2. P. 103. https://doi.org/10.3354/ame040103
  7. 7. Bidle K.D., Haramaty L., Barcelos e Ramos J., Falkowski P. 2007. Viral activation and recruitment of metacaspases in the unicellular coccolithophore, Emiliania huxleyi // Proceedings of the National Academy of Sciences. Т. 104. № 14. P. 6049. https://doi.org/10.1073/pnas.0701240104
  8. 8. Bratbak G., Egge J.K., Heldal M. 1993. Viral mortality of the marine alga Emiliania huxleyi (Haptophyceae) and termination of algal blooms // Mar. Ecol. Prog. Ser. V. 93. P. 39. https://doi.org/10.3354/meps093039
  9. 9. Castberg T., Thyrhaug R., Larsen A. et al. 2002. Isolation and characterization of a virus that infects Emiliania huxleyi (Haptophyta) // J. Phycol. T. 38. № 4. P. 767. https://doi.org/10.1046/j.1529-8817.2002.02015.x
  10. 10. Cottrell M.T., Suttle C.A. 1995. Dynamics of lytic virus infecting the photosynthetic marine picoflagellate Micromonas pusilla // Limnol., Oceanogr. Т. 40. № 4. P. 730. https://doi.org/10.4319/lo.1995.40.4.0730
  11. 11. Coy S.R., Gann E.R., Pound H.L. et al. 2018. Viruses of eukaryotic algae: diversity, methods for detection, and future directions // Viruses. T. 10. № 9. P. 487. https://doi.org/10.3390/v10090487
  12. 12. Danovaro R., Corinaldesi C., Dell’Anno A. et al. 2011. Marine viruses and global climate change // FEMS Microbiol. Rev. T. 35. № 6. P. 993. https://doi.org/10.1111/j.1574-6976.2010.00258.x
  13. 13. Evans C., Archer S.D., Jacquet S. et al. 2003. Direct estimates of the contribution of viral lysis and microzooplankton grazing to the decline of a Micromonas spp. population // Aquat. Microb. Ecol. Т. 30. № 3. P. 207. https://doi.org/10.3354/ame030207
  14. 14. Focardi A., Ostrowski M., Goossen K. et al. 2020. Investigating the diversity of marine bacteriophage in contrasting water masses associated with the East Australian Current (EAC) System // Viruses. T. 12. № 3. P. 317. https://doi.org/10.3390/v12030317
  15. 15. Frada M.J., Rosenwasser S., Ben-Dor S. et al. 2017. Morphological switch to a resistant subpopulation in response to viral infection in the bloom-forming coccolithophore Emiliania huxleyi // PLoS Pathogens. T. 13. № 12. P. e1006775. https://doi.org/10.1371/journal.ppat.1006775
  16. 16. Garza D.R., Suttle C.A. 1998. The effect of cyanophages on the mortality of Synechococcus spp. and selection for UV resistant viral communities // Microb. Ecol. V. 36. P. 281. https://doi.org/10.1007/s002489900115
  17. 17. Guillard R., Ryther J. 1962. Studies of marine planktonic diatoms: I. Cyclotella nana Hustedt, and Detonula confervacea (Cleve) Gran // J. Can. Microbiol. V. 8. P. 229. https://doi.org/10.1139/m62-029
  18. 18. Horas E.L., Theodosiou L., Becks L. 2018. Why are algal viruses not always successful? // Viruses. T. 10. № 9. P. 474. https://doi.org/10.3390/v10090474
  19. 19. Jacquet S., Heldal M., Iglesias-Rodriguez D. et al. 2002. Flow cytometric analysis of an Emiliana huxleyi bloom terminated by viral infection // Aquat. Microb. Ecol. V. 27. P. 111. https://doi.org/10.3354/ame027111
  20. 20. Jacquet S., Miki T., Noble R. et al. 2010. Viruses in aquatic ecosystems: important advancements of the last 20 years and prospects for the future in the field of microbial oceanography and limnology // Advances in Oceanography and Limnology. V. 1. P. 97. https://doi.org/10.4081/aiol.2010.5297
  21. 21. Jarvis B., Wilrich C., Wilrich P-T. 2010. Reconsideration of the derivation of Most Probable Numbers, their standard deviations, confidence bounds and rarity values // J. Appl. Microbiol. V. 109. P. 1660. https://doi.org/10.1111/j.1365-2672.2010.04792.x
  22. 22. Kim J., Yoon S.H., Choi T.J. 2015. Isolation and physiological characterization of a novel virus infecting Stephanopyxis palmeriana (Bacillariophyta) // Algae. T. 30. № 2. P. 81. https://doi.org/10.4490/algae.2015.30.2.081
  23. 23. Lawrence J.E., Brussaard C.P., Suttle C.A. 2006. Virus-specific responses of Heterosigma akashiwo to infection // Appl. and Environ. Microbiol. T. 72. № 12. P. 7829. https://doi.org/10.1128/AEM.01207-06
  24. 24. Levy J.L., Angel B.M., Stauber J.L. et al. 2008. Uptake and internalisation of copper by three marine microalgae: comparison of copper-sensitive and copper-tolerant species // Aquat. Toxicol. V. 89. P. 82. https://doi.org/10.1016/j.aquatox.2008.06.003
  25. 25. Nagasaki K., Tomaru Y., Tarutani K. et al. 2003. Growth characteristics and intraspecies host specificity of a large virus infecting the dinoflagellate Heterocapsa circularisquama // Appl. Environ. Microbiol. T. 69. № 5. P. 2580. https://doi.org/10.1128/AEM.69.5.2580-2586.2003
  26. 26. Pagarete A., Grebert T., Stepanova O. et al. 2015. Tsv-N1: a novel DNA algal virus that infects Tetraselmis striata // Viruses. V. 7. P. 3937. https://doi.org/10.3390/v7072806
  27. 27. Pasulka A.L., Samo T.J., Landry M.L. 2015. Grazer and viral impacts on microbial growth and mortality in the southern California Current Ecosystem // J. Plankton Res. V. 37. P. 320. https://doi.org/10.1093/plankt/fbv011
  28. 28. Schmoker C., Hernandez-Leon S, Calbet A. 2013. Microzooplankton grazing in the oceans: impacts, data variability, knowledge gaps and future directions // J. Plankton Res. V. 35. P. 691. https://doi.org/10.1093/plankt/fbt023
  29. 29. Schroeder D.C., Oke J., Malin G., Wilson W.H. 2002. Coccolithovirus (Phycodnaviridae): characterisation of a new large dsDNA algal virus that infects Emiliana huxleyi // Archives of virology. T. 147. P. 1685. https://doi.org/10.1007/s00705-002-0841-3
  30. 30. Short S.M. 2012. The ecology of viruses that infect eukaryotic algae // Environ. Microbiol. T. 14. № 9. P. 2253. https://doi.org/10.1111/j.1462-2920.2012.02706.x
  31. 31. Slagter H.A., Gerringa L.J., Brussaard C.P. 2016. Phytoplankton virus production negatively affected by iron limitation // Frontiers in Mar. Sci. T. 3. P. 156. https://doi.org/10.3389/fmars.2016.00156
  32. 32. Stelmakh L.V., Sagadatova R.R., Alatartseva O.S. 2024. The effect of viral infection on the Black Sea microalgae Tetraselmis viridis: the role of nutrients and copper ions // Functional Plant Biol. T. 51. № 2. https://doi.org/10.1071/FP23114
  33. 33. Stepanova O.A. 2016. Black Sea algal viruses // Rus. J. Mar. Biol. T. 42. P. 123. https://doi.org/10.1134/S1063074016020103
  34. 34. Suttle C.A. 2007. Marine viruses: major players in the global ecosystem // Nature Reviews Microbiol. V. 5. P. 801. https://doi.org/10.1038/nrmicro1750
  35. 35. Thomas R., Jacquet S., Grimsley N., Moreau H. 2012. Strategies and mechanisms of resistance to viruses in photosynthetic aquatic microorganisms // Advances in Oceanography and Limnology. T. 3. № 1. P. 1. https://doi.org/10.4081/AIOL.2012.5323
  36. 36. Thyrhaug R., Larsen A., Thingstad T.F., Bratbak G. 2003. Stable coexistence in marine algal host-virus systems // Mar. Ecol. Progress Series. T. 254. P. 27. https://doi.org/10.3354/meps254027
  37. 37. Tomaru Y., Tarutani K., Yamaguchi M. et al. 2004. Quantitative and qualitative impacts of viral infection on a Heterosigma akashiwo (Raphidophyceae) bloom in Hiroshima Bay, Japan // Aquat. Microb. Ecol. V. 34. P. 227. https://doi.org/10.3354/ame034227
  38. 38. Wilhelm S.W., Matteson A.R. 2008. Freshwater and marine virioplankton: a brief overview of commonalities and differences // Freshwater Biol. T. 53. № 6. Р. 1076. https://doi.org/10.1111/j.1365-2427.2008.01980.x
  39. 39. Wommack K.E., Colwell R.R. 2000. Virioplankton: viruses in aquatic ecosystems // Microbiol. and Mol. Biol. Reviews. V. 64. P. 69. https://doi.org/10.1128/MMBR.64.1.69-114.2000
QR
Перевести

Индексирование

Scopus

Scopus

Scopus

Crossref

Scopus

Высшая аттестационная комиссия

При Министерстве образования и науки Российской Федерации

Scopus

Научная электронная библиотека